Manejo integrado do mofo-branco
Erlei Melo Reis1, Ricardo Brustolin1, Anderson Danelli1 e Ricardo TrezziCasa21Universidade de Passo Fundo, Passo Fundo, RS - erleireis@tpo.com.br2Universidade para o Desenvolvimento do Estado de Santa Catarina, Lages, SC.
1. Introdução
Tem sido observado um aumentado na ocorrência, na intensidade e nos danos causados por mofo-branco, aonde a soja é cultivada, tornando-se numa grande preocupação aos produtores.
O mofo-branco da haste (Figura 1) é causada pelo fungo necrotrófico Sclerotinia sclerotiorum (Lib.) De Bary.
Figura 1. Evolução dos sintomas/sinais do mofo-branco (micélio algodonoso branco) em haste de soja, causado por Sclerotinia sclerotiorum.
2. Como o fungo agente causal do mofo-branco é introduzido na área cultivada?
Este fungo, na forma de escleródios misturado com as sementes, ou de micélio colonizando as sementes internamente (tegumento e cotilédones), é transportado e introduzido em todas as lavouras de espécies vegetais suscetíveis. Mais importante do que a semente da soja, como fonte de inóculo, é a semente do feijoeiro, do nabo-forrageiro e da canola. A semente de nabo-forrageiro, usada no sul do Brasil, apresenta infestação pelo fungo agente causal do mofo-branco. Porém, não existem dados sobre a frequência da presença deste fungo em sementes desta crucífera, isto porque a semente não passa por análise fitopatológica. Numa amostra de sementes de nabo-forrageiro, processada no Laboratório de Fitopatologia da Universidade de Passo Fundo (Janeiro de 2011), pesando 757g foram retirados 7,89g de escleródios correspondendo a 958 escleródios. Na implantação desta cultura de cobertura do solo no inverno (sem valor comercial) são utilizados 20 kg ha-1. Nesta mesma proporção, em cada cultivo do nabo são introduzidos cerca de 23.710 escleródios.ha-1. Uma quantidade ainda maior é deixada na lavoura por ocasião da trilha da palha do nabo.
Provavelmente esta espécie vegetal seja a principal responsável pela disseminação generalizada do mofo-branco onde ela é cultivada. A legislação vigente não contempla este aspecto sanitário, pois não exige semente fiscalizada e indene de nabo-forrageiro.
Figura 2. Escleródios (Estruturas negras) de Sclerotinia sclerotiorum no solo.
Diante deste quadro, de nada adianta preocupar-se com a qualidade sanitária da semente de soja/feijão/girassol, se a principal fonte de inóculo é a semente de uma espécie vegetal de baixo valor econômico.
3. Hospedeiros
Praticamente todas as espécies vegetais de folhas largas, cultivadas ou não, são hospedeiras de S. sclerotiorum. No Sul do Brasil são de interesse as cultivadas em sucessão ou rotação com a soja, como nabo-forrageiro, canola, ervilha, ervilhaca, feijoeiro, girassol etc.
4. Controle
Medidas de controle isoladas são pouco eficientes no controle do mofo-branco. Por isso, deve-se considerar o Manejo Integrado de Doenças (MID). A NAS (National Academy of Science dos Estados Unidos, 1969) apresentou o conceito oficial de MID como sendo a ”utilização de todas as técnicas disponíveis dentro de um programa unificado de tal modo a manter a população de organismos nocivos abaixo do Limiar de Dano Econômico (LDE) e a minimizar os efeitos colaterais deletérios ao meio ambiente”. O MID satisfaz as exigências técnicas de sustentabilidade da agricultura.
No manejo integrado do mofo-branco da soja deve-se considerar que:
a. As sementes infestadas/infectadas das plantas hospedeiras são as responsáveis pela introdução do fungo nas áreas novas de cultivo (Ex. de soja e feijoeiro) (YANG et al., 1992);
b. A sucessão, rotação e o monocultivo (soja) de espécies vegetais de folhas largas, na mesma lavoura, como colza, ervilha, ervilhaca, feijoeiro, girassol, nabo forrageiro etc, contribuem para aumentar o inóculo (densidade de escleródios) no solo (SCHWARTZ & STEADMAN, 1978);
c. A lavra do solo, enterrando os escleródios no perfil do solo aumenta sua longevidade.
d. Sob plantio direto os escleródios perdem a viabilidade mais rapidamente (REIS & TOMAZINI, 2005);
e. A maximização da cobertura morta do solo com Brachiaria no centro-oeste e aveia preta no sul constitui uma barreira física da palha que reduz a inoculação das pétalas mortas (FERRAZ et al., 1999);
f. O aumento do espaçamento entrelinhas > 0,5m reduz a duração do molhamento dos órgãos suscetíveis e consequentemente a probabilidade de infecção (pétalas de flores) (BLAD et al., 1978; BOLAND & HALL, 1988);
f. O uso de população de plantas de soja < 25/m2 reduz a infecção pela mesma razão do item anterior (BLAD et al., 1978; BOLAND & HALL, 1988);
g. O cultivo de variedades com arquitetura (hábito ereto, folhas pequenas, que não acame, ciclo precoce, período de curto de florescimento) pela mesma razão do item ”e”reduz a probabilidade de infecção doença (BLAD et al, 1978; BOLAND & HALL, 1988);
h. A prática da sucessão/rotação de culturas com espécies vegetais não suscetíveis (Ex. milho, sorgo, milheto evitando folhas largas, reduz o inóculo no solo (GRACIA-GARZA, et al., 2002);
i. Se deve produzir e usar continuamente sementes sadias (De todas as espécies vegetais cultivadas na propriedade) (REIS et al., 2009), seguidas de análise sanitária [Método específico para detecção (PERES et al, 2002)] e tratamento com carbendazim + tiram (MUELLER et al., 1999);
j. Há a possibilidade de uso da indução da resistência pela aplicação do herbicida lactofem (ALTMAN & CAMPBELL, 1977; DAN et al., 1999; GRAHAN et al., 2001; YANG & LUNDEEN, 2001; NELSON et al., 2002);
k. A aplicação de fungicida (Ex. Fluazinam) em lavouras com histórico de ocorrência da doença, no início da floração, estádio fenológico R1, apresenta uma eficiência do controle de 65 % (Média de 10 experimentos; Campos, informação pessoal).
5. Referências bibliográficas
ALTMAN, J.; CAMPBELL, C.L. Effect of herbicides on plant diseases. Annual Review of Phytopathology, v. 15, p. 361-385, 1977.
BLAD, B. L., J. R. STEADMAN, and A. WEISS. Canopy structure and irrigation influence white mold disease and microclimate of dry edible beans. Phytopathology 68:1431-1437, 1978.
BOLAND, G.J. & HALL, R. Epidemiology of sclerotinia stem rot of soybean in Ontario. Phytopathology St. Paul, v. 78, p. 1241-1245, 1988.
DANN, E.K.; DIERS, B.W.; HAMMERSCHMIDT, R. Suppression of sclerotinia stem rot of soybean by lactofen herbicide treatment. Phytopathology 95:598-602, 1999.
FERRAZ, L. C., CAFÉ FILHO, A. C., NASSER, L. B.; AZEVEDO, J. Effects of soil moisture, organic matter and grass mulching on the carpogenic germination of sclerotia and infection of bean by Sclerotinia sclerotiorum. Plant Pathol. 48:77-82, 1999.
GRACIA-GARZA, J. A.; BOLAND, G. J.; VYN, T. J. Influence of crop rotation and reduced tillage on white mold of soybean caused by Sclerotinia sclerotiorum. Can. J. Plant Pathol. 24:115-121, 2002.
GRAHAN, T.; DORRANCE, S.; LANDINI, S.; GRAHAN, M. Lactofen induces multiple defense mechanisms in soybean. In: YOUNG, C. S., HUGHES, K. J. D., Eds. Proceedings of Sclerotinia 2001 – the XI International Sclerotinia workshop, York 8th-12th July 2001, York, Eng-land: Central Science Laboratory, York, England 162-163.
MUELLER, D. S., DORRANCE, A. E., DERKSEN, R. C., OZKAN, E., KURLE, J. E., GRAU, C. R., GASKA, J. M., HARTMAN, G. L., BRADLEY, C. A.; PEDERSEN, W. L. Efficacy of fungicides on Sclerotinia sclerotiorum and their potential for control of sclerotinia stem rot on soybean. Plant Dis. 86:26-31, 2002.
MUELLER, D. S., HARTMAN, G. L., and PEDERSEN, W. L. Development of sclerotia and apothecia of Sclerotinia sclerotiorum from infected soybean seed and its control by fungicide seed treatment. Plant Dis. 83:1113-1115, 1999.
NAS. Insect pest management and control. Public.1695. National Academy of Sciences, Washington. 1969.
NELSON, K.A.; RENNER, K.A.; HAMMERSCJMIDT, R. Cultivar and herbicide selection affects soybean development and the incidence of sclerotinia stem rot. American Society of Agronomy, Agronomy Journal 94:1270-1281, 2002.
PERES, A.P.; NASSER, L. C. B. & MACHADO, J. da C. Use of semi-selective media for detection of Sclerotinia sclerotiorum on bean and soybean seeds. Fitopatologia brasileira vol. 27 no. 2 Brasília Mar./Ar. 2002.
REIS, E. M. & TOMAZINI, S. L. Viabilidade de escleródios de Sclerotinia sclerotiorum, no campo, em duas profundidades do solo. Summa Phytopathologica Botucatu, v. 31, n. 1, p. 97-99, 2005.
REIS, E.M.; ZANATTA, M.; CAMPOS, H.D.; SILVA L.H.C.P.; MEYER, M.C.; NUNES, J.N.; PIMENTA, C.B.; CASSETARI Neto, D.; MACHADO, A.Q.; JULIATTI, F.C.; UTIAMADA. C.M. Critical-point yield model to estimate grain yield damage caused by Sclerotinia sclerotiorum in soybean. Summa Phytopathologica, Botucatu, 2011 (Resumo).
REIS, E. M. ; CASA, R. T. ; SEGALIN, M. ; DEUNER, E. ; CARMONA, M. . Estratégias para a produção de material de propagação vegetal livre de patógenos. Informativo Abrates, v. 19, p. 19-36, 2009.
YANG, X. B. & LUNDEEN, P. Use of herbicide induced resistance to control soybean stem rot. In: YOUNG, C. S., HUGHES, K. J. D., Eds. Proceedings of Sclerotinia 2001 – the XI International Sclerotinia workshop, York 8th-12th July 2001, York, England: Central Science Laborato-ry, York, England 170-171.
YANG, X.B.; WORKNEH, LUNDEEN, P. First report of sclerotium production by Sclerotinia sclerotiorum in soil on infected soybean seeds. Plant Disease St. Paul, v. 83, p. 264. 1998.
SCHWARTZ, H. F., and J. R. STEADMAN. 1978. Factors affecting sclerotium populations of, and apothecium production by Sclerotinia sclerotiorum. Phytopathology St. Paul, v. 68, p. 383-388, 1978.
Publicado na edição 122 da Revista PLantio Direto, março/abril de 2011.